Die Teilnehmer erhalten ein ausführliches Skript und am Ende des Kurses ein IFBM-Zertifikat.

Inhaltsangabe des Kurses in Stichpunkten:

• DNA / RNA / Protein
• Replikation, Transkription, Translation
• Genetik, Genome und Gene
• Mutation, Rekombination und Kartierung
• Werkzeuge in der Molekularbiologie
• Klonierung und Vektoren
• Identifikation von Genen
• Hybridisierungsformate
• DNA-Sequenzierung
• Transfektion
• Heterologe Genexpression
• Immunfluoreszenz
• Qualitative und quantitative PCR
• DNA-Diagnostik: “Real Time” PCR
• DNA-Diagnostik: PCR und Fragmentanalyse (ABI)
• Weitere Anwendungen der Gentechnik in der Medizin

Dieser Laborkurs findet in der Zeit vom Februar bis April 2013 statt. Dieser Kurs beginnt mit einem Block von sechs Tagen (Montag bis Samstag) und erstreckt sich dann für sieben Wochenenden (Freitag abends und Samstag ganztägig) bis zum April 2013. Der Kurs hat 160 Unterrichtsstunden. Der Preis beträgt 1920.- Euro zzgl. MwSt. Weitere Termine für Laborkurse zur Fachkraft für Molekularbiologie, Molekulare Medizin und Gentechnik im Jahr 2013  auf Anfrage.
Wenn Sie Fragen haben, wenden Sie sich bitte an den Kursleiter Dr. H.-P. Döring doering@laborkurse.de

In dem zweitägigen Laborkurs werden die verschiedenen Formen der quantitativen PCR vorgestellt. Dazugehören die sogenannte semi-quantitative PCR, die nicht-kompetitive wie auch die kompetitive quantitative PCR und die Real Time PCR. Die Reaktionsprinzipien, die Nachweissysteme, das experimentelle Design und auch Probleme, die bei quantitativen PCR auftreten können, werden erklärt.  Thermozykler und Enzyme für die quantitative “Real Time” PCR werden vorgestellt. Typische Anwendungen der quantitativen PCR in der medizinischen Diagnostik und in der Grundlagenforschung werden beschrieben. Die Kursteilnehmer erhalten ein ausführliches Skript.

Die Teilnehmer werden verschiedene Formen der quantitativen Real Time PCR praktisch durchführen.

In diesem dreitägigen Laborkurs werden die Teilnehmer die Polymerasekettenreaktion (PCR) von Grund auf kennen lernen. Der Reaktionsmechanismus, die Reaktionskomponenten und die wichtigsten Parameter der PCR werden ausführlich erklärt und besprochen. Auswahl der Primer, Sensitivität, Spezifität, Reaktionskinetik, Reproduzierbarkeit, Nachweis und Bewertung von PCR-Produkten sind weitere Themen des Kurses. Es wird diskutiert wie man die Sensitivität der PCR verbessern kann.

Verschiedene andere Formen der PCR werden vorgestellt: Reverse Transkriptase-PCR (RT-PCR), multiplex PCR und quantitative Real Time PCR. Besonders die quantitative Real Time PCR ist eine einzigartige Technik für die medizinische Diagnostik, die SNP-Genotypisierung, die Entwicklung von Wirkstoffen, die Untersuchung von DNA-Methylierung und die medizinische Grundlagenforschung.

Im praktischen Teil des Kurses werden folgende Reaktionen von den Kursteilnehmern durchgeführt: PCR, RT-PCR und Real Time PCR mit anschließender Untersuchung und Bewertung der PCR-Produkte.

Alle Kursteilnehmer erhalten ein ausführliches Kursmanuskript.

• Library preparation: Wie bereite ich meine Proben vor? DNA/RNA-Isolierung, Fragmentierung, Size-Selection, Anreicherung, Qualitätskontrolle, Emulsions-PCR
• Sequence Capture: Was sequenziere ich? Targeted Resequencing, Amplikon-Sequenzierung, Whole-exome- und whole-genome-sequencing
• Sequencing: Wie funktioniert das? 454 Pyrosequencing (Roche), Solexa (Illumina), Semiconductor (Ion Torrent / life technologies), nanopore technology
• Data analysis: Was sagen mir die Daten? Wie sehen NGS-Daten aus? Wie beurteile ich sie, was mache ich mit ihnen?
• Von EHEC bis zur Routine-Diagnostik: Was leistet NGS? Anwendungsbeispiele aus Medizin und  Grundlagenforschung, direct-to-consumer-genetics

Wenn Sie richtig verstehen wollen, was sich hinter NGS verbirgt, wie es funktioniert und welche enormen Veränderungen auf uns alle zukommen, besuchen Sie diesen Kurs!

Die Teilnehmer erhalten ein Skript!

Alle Vorträge sind Übersichtsvorträge und werden von Wissenschaftler/innen aus der Region Köln/Bonn/Aachen/Düsseldorf gehalten. Alle ehemaligen Kursteilnehmer/innen des IFBM Weiterbildung und alle “Ehemaligen” der MTA-Schule des RBZ in Köln sind zu den Vorträgen herzlich eingeladen.

Nächster Termin: Samstag, der 31. März 2012, 15:30 bis 17:00, am IFBM Weiterbildung, Vogelsanger Str. 295, 50825 Köln, Gebäude V6, Raum E01

Referent: Claudia Behrend aus Düsseldorf, Medizinische Genetik Düsseldorf

Übersichtsvortrag zu dem Thema: Schwangerschaft und Reproduktionsmedizin; Biologische Grundlagen und Anwendung und Bedeutung von molekularbiologischen Techniken.  

Nachfragen: doering@laborkurse.de

• Library preparation: Wie bereite ich meine Proben vor? DNA/RNA-Isolierung, Fragmentierung, Size-Selection, Anreicherung, Qualitätskontrolle, Emulsions-PCR
• Sequence Capture: Was sequenziere ich? Targeted Resequencing, Amplikon-Sequenzierung, Whole-exome- und whole-genome-sequencing
• Sequencing: Wie funktioniert das? 454 Pyrosequencing (Roche), Solexa (Illumina), Semiconductor (Ion Torrent / life technologies), nanopore technology
• Data analysis: Was sagen mir die Daten? Wie sehen NGS-Daten aus? Wie beurteile ich sie, was mache ich mit ihnen?
• Von EHEC bis zur Routine-Diagnostik: Was leistet NGS? Anwendungsbeispiele aus Medizin und  Grundlagenforschung, direct-to-consumer-genetics

Wenn Sie richtig verstehen wollen, was sich hinter NGS verbirgt, wie es funktioniert und welche enormen Veränderungen auf uns alle zukommen, besuchen Sie diesen Kurs!

Die Teilnehmer erhalten ein Skript!

In diesem Crash-Kurs bekommen die Teilnehmer/innen eiene umfassenden Einblick in die moderne Mikroskopie. Von A wie Abbé-Kondensor bis Z wie Z-Stapel. Dieser Kurs ist ein Laborkurs und besteht nicht nur aus Theorie, sondern aus vielen praktischen Übungen an verschiedenen Mikroskopen. Das Mitbringen von eigenen Präparaten ist ausdrücklich erwünscht. Die Teilnehmer/innen erhalten ein Skript.
Dieser Laborkurs (1,5 Tage) vermittelt dem Einsteiger die Grundlagen der Mikroskopie und dem Routineanwender die Hintergründe seiner täglichen Arbeit.

Inhaltsangabe:

• Grundlagen der Optik für Lichtmikroskopie: Strahlengang, Köhler´sche Beleuchtung, Objektive
• Kontrastverfahren: Hellfeld, Dunkelfeld, Phasenkontrast, Polarisation, Differential-Interferenz-kontrast (DIC)
• Fluoreszenz und 3D-Rekonstruktion: Grundlagen, Lichtquellen, Farbstoffe, Filter, Z-Stapel, Dekonvolution
• “Virtuelle Mikroskopie” für Lehrzwecke in der Pathologie und Anatomie

Dieser Laborkurs vermittelt dem Einsteiger die Grundlagen der HPLC und dem Routineanwender die Hintergründe seiner täglichen Arbeit. Der Kurs soll die Teilnehmer in die Lage versetzen,

• Grundlagen und praktische Aspekte der HPLC-Trennung und HPLC-Apparatur zu verstehen
• eine Trennung selbständig durchzuführen
• die Trennung selbständig zu bewerten und zu optimieren

Inhaltsangabe
Anhand von Modellversuchen und von Vorträgen werden die physikalisch-chemischen Grundlagen der Verteilungschromatographie, alternative Trenntechniken in Abhängigkeit von verschiedenen Moleküleigenschaften, sowie typische Anwendungen der Flüssigchromatographie vermittelt. Außerdem wird ein Überblick über den Aufbau und die Funktion eines HPLC-Systems gegeben. Die wichtigsten Parameter und Anforderungen an die Apparatur werden beschrieben, die Wege im System und ihr Einfluss auf die analytische Trennung aufgezeigt. Im Mittelpunkt stehen hierbei die folgenden Gerätekomponenten: Pumpsystem (Hochdruck, Niederdruck, Eluenten, Gradiententechnik), Säulen und Säulenmaterial (Eigenschaften, Einsatzgebiete), Aufgabesysteme und Nachweissysteme (UV/VIS, Fluoreszenz, RI, Leitfähigkeit).
Eine Einführung in die Auswertung von Chromatogrammen (Basislinie, Retention, Peakparameter, Kapazitätsfaktoren) schließt den theoretischen Teil des Kurses ab.

Im praktischen Teil des Kurses werden alle Schritte einer „Reversed Phased“-HPLC an Beispielen besprochen und demonstriert. Jeder Kursteilnehmer führt die Versuche in 2-3er Gruppen selbständig durch und wertet die Versuchsergebnisse unter Anleitung aus. Wichtige Parameter zur Optimierung werden in Übungsbeispielen getestet. Die Kursteilnehmer erhalten ein Skript mit ausführlicher Anleitung zur Durchführung der Versuche.

Achtung! Anmeldeschluss für diesen Kurs ist der 17. September 2012.

• Rohdaten: Analyse der Rohdaten aus automatischen Sequenziermaschinen (Applied Biosystems) “Base calling”: Herauslesen der Basen aus den “trace”-Dateien, Bestimmung der Qualität der gelesenen Basen und manuelle Nachkontrolle. “Vector clipping”: Entfernen von Vektor- und Plasmidsequenzen, von Verunreinigungen durch prokaryontische Sequenzen oder durch monotone Oligomere. “Clustering”: Zusammenfassen von gleichartigen Sequenzen, Unterscheidung von Duplikaten, Allelen und Genfamilien. Bestimmung der Qualität der EST-Bank, aus der sequenziert wurde, Ermittlung der voraussichtlichen Anzahl verschiedener ESTs in der Datenbank, Vorhersage der Anzahl der “unique sequences” nach Sequenzierung weiterer ESTs.
• Herstellung von “Contigs”: Zusammenfassen verschiedener Einzelsequenzen zu einer gemeinsamen Konsensussequenz. Beschreibung verschiedener Sequenzierungsstrategien (“shot gun-sequencing”, “chromosome walk”).
• Zuordnung zu bekannten Zellfunktionen: Die automatische Zuordnung von Funktionen zu EST-Sequenzen, Vergleiche mit bekannten Genomen anderer Organismen.
• Stammbaumanalyse: Vergleich der Sequenzen verschiedener Organismen, Konstruktion eines gemeinsamen evolutionären Stammbaumes.

Inhaltsangabe in Stichworten

• Allgemein: Mathematische Modelle in der Biologie, probabilistische Modelle, statistische Signifikantmasse etc.
• Proteinstruktur: Grundlagen der Proteinstruktur, Faltung und Klassifikation der Faltungsmotive, Strukturvergleiche.
• String Algorithmen: Sequenzvergleiche
• Vergleich mit zwei oder mehreren Sequenzen: Globale und lokale Vergleichsalgorithmen, Datenbanksuche, Verfahren des Mehrfachsequenzvergleichs.
• Vergleich von Genen und Genomen: Berechnung evolutionärer Abstände zwischen Genen und Genomen, Suche nach ähnlichen Sequenzen bei verwandten Organismen, Identifizierung konvertierter Sequenzbereiche, Berechnung evolutionärer Stammbäume, Vergleich von verschiedenen Stammbäumen.
• Aufbau der großen biologischen Datenbanken: Indizierung großer Datenmengen, Vergleich der vorhandenen Datenbanken.
• Methoden des Protein-Liganden-Docking
• Vorhersage von RNA-Sekundärstrukturen
• Dreidimensionaler Mustervergleich von Proteinstrukturen
• Genomkartierung